Пренатальное определение пола (обзор литературы)
|
В настоящее время известно более 300 наследственных заболеваний и признаков, передающихся сцепленно с полом. Для этих болезней характерна передача патологического гена обычно здоровыми женщинами-носительницами их сыновьям. При рождении мальчиков вероятность их поражения составляет 50%, в то время как девочки рождаются фенотипически здоровыми, но 50% из них являются носителями. К таким заболеваниям относятся гемофилия А и В, различные формы умственной отсталости, сцепленные с X хромосомой, например, синдром Мартина–Белла, прогрессирующие мышечные дистрофии Дюшенна и Беккера, нефрогенный несахарный диабет, некоторые формы гидроцефалии, X-сцепленная глухота и др. Когда биохимическая или молекулярная природа дефекта выявлена, возможна пренатальная диагностика заболевания биохимическим методом, с помощью анализа полиморфных маркеров или установления мутаций. Но и в этих случаях пренатальное определение пола следует рассматривать как предварительный этап перед дальнейшим анализом. Однако генез возникновения большинства X-сцепленных заболеваний остается неизвестным, и при пренатальном установлении мужского пола плода единственным выходом в таких ситуациях является прерывание беременности [1].
Пренатальная диагностика пола плода осуществляется с помощью различных методов исследования и в тканях плодового происхождения: хорионе, амниотической жидкости, крови и др. Ее появлению в конце 60-х годов способствовало развитие генетики соматических клеток, позволившее создать метод определения пола плода, основанный на исследовании амниотической жидкости, получаемой посредством пункции околоплодного пузыря (амниоцентеза). Амниоцентез осуществляли с 16 нед беременности из-за технических сложностей и опасности травматизации плода иглой. В настоящее время, поскольку вся процедура проводится под ультразвуковым контролем, амниотическую жидкость можно получить начиная с 7 нед беременности [2]. Частота прерывания беременности после манипуляции не превышает 1%. Количество извлекаемой амниотической жидкости (1–40 мл) зависит от срока беременности и задач лабораторной диагностики. Кровь плода получают с помощью кордоцентеза или пункции сосудов пуповины [3]. Наиболее ранним гестационным возрастом плода, при котором извлечение его крови в количестве 1 мл не ведет к осложнениям, является 16 нед беременности. Поскольку в большинстве случаев требуется большее количество крови, манипуляцию проводят в более поздние сроки, вплоть до 27 нед беременности. При этом количество аспирированной крови колеблется от 1 до 5 мл, как правило, не приводя к отрицательным последствиям. Частота осложнений после кордоцентеза не превышает 2%. С конца 70-х годов широко применяется еще один способ получения ткани в I триместре беременности – биопсия ворсин хориона. Взятие ткани хориона осуществляется различными способами [4,5]. В последние годы основными из них являются трансцервикальный метод с помощью биопсийных щипцов малого диаметра (обычно 1,7 мм) или специального пластикового катетера – трофокана и трансабдоминальная аспирация хориона с использованием иглы и шприца. Проведение процедуры с целью получения хориональной ткани возможно после 7 нед беременности, однако оптимальными сроками ее проведения являются 8–10 нед беременности. Перед манипуляцией требуется ультразвуковое исследование для характеристики хориона, уточнения срока беременности, исключения возможных отклонений в ее развитии. Основным осложнением вмешательства является прерывание беременности, частота которого в настоящее время не превышает 2% благодаря выполнению процедуры под непосредственным ультразвуковым контролем. Количество материала зависит от метода его получения и колеблется от 1 до 35 мг. Имеются и другие, получившие меньшее распространение способы взятия плодного материала, применяемые для определения пола плода (биопсия кожи плода, аспирация крови плода посредством пункции плаценты и др.). Методы исследования полученного плодного материала с целью установления пола плода основываются на установлении наличия или отсутствия Y хромосомы, как фактора, определяющего мужской пол у человека. Наибольшее распространение для выявления Y хромосомы получил метод анализа метафазных хромосом (кариотипирование), обычно в сочетании с разработанным в конце 60-х годов методом дифференциальной окраски препаратов хромосом. Для получения достаточного для анализа количества метафаз клетки амниотической жидкости культивируют перед проведением исследования в течение нескольких недель. Применение биопсии ворсин хориона позволило не только заметно снизить сроки, в которые осуществляется взятие материала, но и сократить время, необходимое для анализа. Так как в биоптате имеется достаточное количество делящихся клеток и отпадает необходимость в длительном культивировании, проведение кариотипирования возможно в течение суток после получения материала. Помимо анализа метафазных хромосом применялось определение пола плода и путем исследования в интерфазных клетках X- или Y-хроматина. Достоверность установления пола по определению X-хроматина (телец Барра) составляла около 90% (обычно пол плода считали женским, если обнаруживали тельца Барра в 12—25% амниотических клеток). Несколько выше (около 96%) была точность установления пола путем выявления F-телец (Y-хроматина), наличие которых связано с флюоресценцией длинного плеча Y хромосомы, проявляющейся при окрашивании флюоресцентными красителями (в частности, акрихин-ипритом) в виде яркого пятна диаметром 0,3–1,0 мкм [6]. Следует отметить, что установление пола путем подсчета в интерфазных ядрах телец Барра или выявления в интерфазных клетках окрашенных флюоресцентными красителями Y хромосом в связи со значительной условностью в трактовании результатов анализа не имело той достоверности, которая достигалась при анализе метафазных препаратов, особенно с применением методов дифференциального окрашивания хромосом. Однако приготовление препаратов (особенно получение метафазных пластинок) и само проведение анализа продолжают оставаться крайне трудоемкой и длительной процедурой, мало изменившейся за 30 лет. Помимо этого, делались попытки проведения пренатальной диагностики пола с использованием материала плода, получаемого без инвазивного вмешательства, в частности с помощью исследования содержимого влагалища и различных отделов цервикального канала (табл. 1), а также установления пола по клеткам плода, предположительно попадающим во время беременности в материнский кровоток (табл. 2). Однако результаты таких попыток были крайне противоречивы, и применяемыми методами (в основном определение Y-хроматина) достигнуть в этом вопросе бесспорных успехов не удалось. Таблица 1. Выявление клеток плода в трансцервикальных образцах
Таблица 2. Выявление лимфоцитов плода в периферической крови матери (цитогенетический метод)
В конце 80-х – начале 90-х годов стали интенсивно разрабатываться новые методы, позволяющие определять пол плода по значительно меньшему количеству используемого для анализа материала и обеспечить высокую точность без метафазного анализа хромосом. К ним, в первую очередь, относятся методы анализа ISH (в частности, FISH) и применение полимеразной цепной реакции (ПЦР). Флюоресцентная гибридизация in situ (FISH) [32,33] является методом быстрого проведения цитогенетической диагностики, основанным на специфичной гибридизации флюоресцентно-меченных зондов с определенными участками хромосом (обычно это расположенные в районе центромеры хромосомо-специфические альфоидные повторы). При применении этого метода обычный препарат с интерфазными или метафазными клетками подвергается тепловой денатурации в присутствии зонда, например, к Y хромосоме, меченного, как правило, биотином. Дальнейшая обработка препарата флюоресцентно-меченным гликопротеином из яичного желтка авидином, обладающим способностью практически необратимо связываться с биотином, позволяет визуализировать исследуемый участок хромосомы. По флюоресценции зондов можно быстро выявить число копий хромосомы и большие структурные перестройки хромосом в интерфазных ядрах. Интерфазная гибридизация in situ особо многообещающий метод для клиники, когда требуется получить результаты быстро, когда клетки плохо культивируются in vitro или когда отвечающая фракция клеток проявляет плохую способность к стимулируемой пролиферации, необходимой для метафазного анализа; метод позволяет также избежать ошибок в определении пола при наличии маркерной Y хромосомы. При использовании двух разных красителей, таких, как флюоресцин (желто-зеленый) и родамин (красный), можно одновременно визуализировать две разные хромосомы, например, X и Y, что значительно облегчает возможность выявления одиночных мужских клеток среди женских (при подобном двойном окрашивании можно выявить одиночную мужскую клетку среди десятков и даже сотен тысяч женских). Другой хорошо разработанный за последнее десятилетие метод – полимеразная цепная реакция (ПЦР) [34,35]. Данный метод позволяет быстро и специфично проводить анализ крайне малых количеств ДНК. При использовании ПЦР можно с помощью фермента Taq-полимеразы увеличить (амплифицировать) количество ДНК, содержащееся в одной или нескольких клетках, до количества, достаточного для пренатальной диагностики. Применив соответствующие праймеры (синтезированные искусственно участки ДНК, ограничивающие амплифицируемый регион), этим методом можно быстро установить наличие или отсутствие последовательностей ДНК, характерных исключительно для Y хромосомы. Это, например, могут быть последовательности генов SRY, ZFY. Теоретически, данный метод может выявить количество ДНК, содержащееся в одной клетке, находящейся в бесклеточной среде. В образце с другими клетками при использовании одной пары праймеров ее можно выявить среди нескольких тысяч других клеток. Для повышения чувствительности диагностики разработаны модификации метода ПЦР с применением «горячего старта» («hot start») [36] и «нестед»- праймеров [37] (в этом случае уже амплифицированная ДНК подвергается дополнительной амплификации с использованием другой пары праймеров, комплементарной последовательности, ограниченной снаружи парой первоначально примененных праймеров). С помощью этих модификаций метода ПЦР можно определить одну клетку среди сотен тысяч других. Применение описанных выше методов позволило иначе взглянуть на возникавшие ранее проблемы при пренатальном определении пола плода. Они не только значительно упростили проведение диагностики пола по клеткам амниотической жидкости и хориона, но и поставили вопрос о возможности определения пола до этапа имплантации (при оплодотворении in vitro), а также по плодному материалу, предположительно в незначительном количестве присутствующему в целомической жидкости [38,39]. Разработка методов FISH и ПЦР позволила и заново вернуться к анализу неудач при диагностике пола плода с применением неинвазивных методов получения плодного материала, в частности путем выявления клеток плода в кровотоке матери и цервикальных мазках [40—45]. Преимплантационная диагностика пола при оплодотворении in vitro проводится посредством биопсии 1–2 бластомеров от 6–8-клеточного эмбриона с последующей ДНК-диагностикой одиночных клеток [46–50]. Возможность определения пола методами FISH и ПЦР в короткие (6 ч) сроки позволяет провести имплантацию эмбриона в день взятия материала. Сочетание этих методов является более предпочтительным, так как несмотря на меньшую чувствительность, метод FISH-анализа позволяет осуществлять непосредственный визуальный контроль каждого бластомера, т.е. избегать ложных результатов, связанных с загрязнением образца в ходе манипуляций. Основной проблемой при проведении подобной диагностики является техническая сложность манипуляций с одиночными клетками, приводящая к значительному (около 25%) количеству неудачных попыток определения пола. В последнее время общепризнанным является метод, позволяющий осуществлять пренатальное определение пола по крови матери с высокой степенью точности и воспроизводимости. Для этого производится предварительное обогащение крови матери плодными клетками с помощью флюоресцентно-активируемой клеточной сортировки (FACS). Клеточная сортировка обычно осуществляется с активацией флюоресценции на нескольких длинах волн. Анализ материала после сортировки проводится с применением методов ПЦР или FISH. Данный метод позволил установить значительный разброс в количестве плодных клеток, циркулирующих в крови женщин. Оказалось, что на одну клетку плода может приходиться от нескольких тысяч до сотен тысяч и даже миллионов материнских клеток. Это объясняет предшествующие неудачи при попытках неинвазивного определения пола цитогенетическими методами. И хотя возможность достоверного неинвазивного пренатального определения пола по периферической крови посредством предварительного обогащения клеток с помощью FACS сомнению не подвергается, применение этого метода не выходит за пределы научных исследований по причине его дороговизны. Для применения в клинике делаются попытки изменения способа предварительного обогащения плодных клеток, например, посредством применения магнито-активируемой клеточной сортировки (MACS) [51,52], а также попытки разработки хорошо воспроизводимых методов, позволяющих вообще отказаться от предварительного обогащения плодного материала. В последнее время для решения этого вопроса предпринимаются значительные усилия (табл. 3). Таблица 3. Молекулярная диагностика по периферической крови матери
Из табл. 3 следует, что результаты этих исследований довольно противоречивы. Даже используя в работе одни и те же методы, авторы зачастую приходят к различным результатам. Общим недостатком работ большинства авторов является незначительное количество обследованных женщин. Наиболее оптимистичными представляются работы Y.Lo и соавт., которые на протяжении ряда лет неизменно добиваются положительных результатов, применяя в работе различные модификации метода ПЦР [56, 61, 74, 89, 94, 97]. Особенно интересны их работы по выявлению внеклеточной ДНК плода в кровотоке матери [89, 94]. Однако не всегда сообщаемые ими ранее результаты удавалось воспроизвести в других лабораториях [56, 98–100]. В работах, посвященных изучению динамики количества плодных клеток в крови матери в различные сроки беременности, а также после родоразрешения, авторы не приходят к единой точке зрения [82, 101, 102]. Помимо попыток по выявлению плодного материала в кровотоке матери, проводится разработка воспроизводимых методов диагностики по клеткам плода, которые, как предполагается, могут обнаруживаться в цервикальном канале женщины [42–45]. Материал для подобного анализа получают путем взятия мазков, аспиратов, смывов [103]. При этом указывается, что при цитологическом анализе наибольшее количество клеток, предположительно являющихся плодными, выявляется при исследовании смывов. Несмотря на наличие обнадеживающих результатов, возможность подобной диагностики остается пока открытой и является предметом дискуссий. Имеется ряд способов пренатального определения пола, не связанных с получением для анализа плодного материала. В первую очередь это ультразвуковое исследование [104–107]. Широкое использование неинвазивной ультразвуковой диагностики в повседневной практике позволяет в настоящее время проводить определение пола плода с помощью эхографии после 20-й недели беременности. Формально при использовании данного метода осуществляется определение не генетического, а фенотипического пола плода. С большой достоверностью о женском поле плода судят по визуализации у него половых губ в форме двух валиков, о мужском – по обнаружению мошонки. При этом возникают затруднения при дифференциальной диагностике контуров мошонки и больших половых губ с петлями пуповины, с изображением нижних конечностей в области голени или бедра, которые иногда могут приниматься за мошонку. Сложности могут возникать при ягодичном предлежании плода, поперечном положении, при двойне, маловодии, что делает в ряде случаев диагностику пола невозможной. Обычно при диагностике чаще ошибаются (около 5%) при установлении женского пола. Однако простота диагностики и неинвазивность процедуры позволяют использовать этот метод определения пола при решении вопроса об оптимальном родоразрешении. Делаются попытки разработки диагностики пола плода в зависимости от величины расхождения между истинной датой зачатия, установленной при эхографии, и теоретически предполагаемой овуляцией (календарной серединой менструального цикла). Сообщалось, например, что при зачатии за 2 дня до теоретически предполагаемой овуляции наблюдалось преимущественное (82%) рождение мальчиков. Если же зачатию соответствовал 2-й день после календарной середины цикла, то в 70% отмечалось рождение девочек [108]. Предпринимались попытки проводить диагностику пола плода по количеству тестостерона в суточной моче матери [109], сопоставлению данных измерения ректальной температуры по отношению к середине менструального цикла [110] и др. Интересны попытки половой селекции сперматозоидов перед проведением оплодотворения [111–128]. Они основываются на предполагаемых различиях сперматозоидов, содержащих X и Y хромосому, по величине, форме, плотности, заряду клеточной поверхности и иным параметрам. Применяются и другие методы: гель-фильтрация на сефадексе [111, 112], разделение в градиенте плотности [113, 114], электрофорез [115–118], разделение в градиенте альбумина [112, 119, 120], иммуномагнитный метод [121] и т.д. Сообщается о различиях в подвижности сперматозоидов в текущей жидкости [122], более высоком отрицательном заряде клеточной поверхности сперматозоидов, содержащих X хромосому [116, 117]. Однако несмотря на оптимистические сообщения ряда авторов, существенных успехов в этом направлении достигнуть не удалось [123, 124]. Поиски полоспецифичных маркеров клеточной поверхности сперматозоидов успехом также не увенчались [121, 125]. Единственным на сегодняшний день способом произвести клинически значимое обогащение спермы X- или Y-содержащими сперматозоидами является метод проточной цитометрии [126–128]. Метод основан на использовании различия в содержании ДНК (составляющего у человека 2,8%, в отличие от сперматозоидов домашнего скота, у которого оно достигает 3–4,2%) и позволяет достигнуть эффективности сортировки 80–90% для женских и всего 60–70% для мужских сперматозоидов [125, 128]. Однако клиническое применение этого способа малоэффективно или даже опасно, так как при этом ДНК подвергается воздействию химических красителей и ультрафиолетовому облучению [124]. Таким образом, единственным надежным способом пренатального определения пола плода продолжает оставаться исследование полученных инвазивным путем тканей плодового происхождения: хориона, амниотической жидкости, крови и др. Анализ полученного в ходе процедуры материала в настоящее время может осуществляться как цитогенетически, так и посредством применения таких современных методов диагностики, как FISH и ПЦР. Установление пола плода инвазивными методами возможно с 7 нед беременности. Из находящихся на стадии научных исследований методов неинвазивного определения пола, в том числе в ранние сроки беременности, наиболее перспективным представляется метод пренатального определения пола по материалу плода, проникающему в материнский кровоток. И.Ю. Барков, В.А. Бахарев, Н.А. Каретникова Научный центр акушерства, гинекологии и перинатологии РАМН, Москва Литература 1. Ferguson J.E., Burkett B.J., Pinkerton J.V., Thiagarajah S., Flather M.M., Martel M.M., Hogge W.A. Intraamniotic 15(s)-15-methyl prostaglandin F2 alpha and termination of middle and late second-trimester pregnancy for genetic indications: a contemporary approach. Am J Obstet Gynecol 1993; Aug: 169(2 Pt 1): 332–339. 2. Henry G.P., Miller W.A. Early amniocentesis. J Reprod Med 1992; May: 37(5): 396–402. 3. Xiang Y., Sun N., Chang X., Bian X., Wang F. Cordocentesis: a useful method for prenatal diagnosis. Chin Med J (Engl) 1996; Apr: 109(4): 291–294. 4. Kazy Z., Rozovsky I.S., Bakharev V.A. Chorion biopsy in early pregnancy: a method for early prenatal diagnosis for inherited disorders. Prenat Diagn 1982; 2: 39–45. 5. Monni G., Ibba R.M., Lai R., Cau G., Mura S., Olla G., Rosatelli C., Cao A. Early transabdominal chorionic villus sampling in couples at high genetic risk. Am J Obstet Gynecol 1993; Jan: 168(1 Pt 1): 170–173. 6. Caspersson T., Lindsten J., Lomakka G., Moller A., Zech L. The use of fluorescence techniques for the recognition of mammalian chromosomes and chromosome regions. Int Rev Exp Pathol 1972; 11: 1–72. 7. Shettles L.B. Use of the Y chromosome in prenatal sex determination. Nature 1971; 230, 52. 8. Warren R., Sanchez L., Hammond D., McLeod A. Prenatal sex determination from exfoliated cells found in cervical mucus. Am J Hum Genet 1972; 24: 22. 9. Varner R.E., Younger J.B., Finley S.C. Fluorescent Y bodies from endocervical smears for prenatal sex detection. Ala J Med Sci 1977; 14: 430. 10. Rhine S.A., Palmer C.G., Thompson J.F. A simple alternative to amnioentesis for first trimester prenatal diagnosis. Birth Defects Orig Artic Ser 1977; XII: 231–247. 11. Rhine S.A., Milunsky A. Utilization of trophoblast for early prenatal diagnosis. In: Milunsky A. (Ed.). Genetic Disorders and the Fetus: Diagnosis. Prevention and Treatment, New York: Plenum Press 1979; 527–539. 12. Bobrow M., Lewis B.V. Unreliability of fetal sexing using cervical material. Lancet 1971; 2: 486. 13. Tsuji K., Sasaki M. Absence of Y-body in the cervical mucus of pregnant women. Nature 1973; 243: 539. 14. Goldstein A.I., Lukesh R.C., Ketchum M. Prenatal sex determination by fluorescent staining of the cervical smear for the presence of Y chromosome: an evalution. Am J Obstet Gynecol 1973; 115: 866. 15. Manuel M., Park I.J., Jones H.W. Prenatal sex determination by fluorescent staining of cells for the presence of Y chromatin. Am J Obstet Gynecol 1974; 119: 853–854. 16. Amankwah K.S., Bond E.C. Unreliability of prenatal determination of fetal sex with the use of Y-body fluorescence in midcervical smears. Am J Obstet Gynecol 1977; 130: 300–301. 17. Goldberg M., Chen A.T.L., Ahn Y.W., Reidy J.A. First-trimester fetal chromosomal diagnosis using endocervical lavage: a negative evaluation. Am J Obstet Gynecol 1980; 138: 436–440. 18. Walkonowska J., Conte F.A., Grumbach M.M. Practical and theoretical imlications of fetal maternal lymphocyte transfer. Lancet 1969; i: 1119–1122. 19. De Grouchy J., Trebuchet C. Transfusion foetomaternelle de lymphocytes sanguis et detection du sexe du foetus. Ann Genet 1971; 14: 133–137. 20. Schindler A.M., Graf E., Martin-du-Pan R. Prenatal diagnosis of fetal lymphocytes in maternal blood. Obstet Gynecol 1972; 40: 340–346. 21. Schroder J., de la Chapelle A. Fetal lymphocytes in the maternal blood. Blood 1972; 39: 153–162. 22. Schroder J., Tilikainen A., de la Chapelle A. Fetal leukocytes in the maternal circulation after delivery. Transplantation 1974; 17: 346–354. 23. Grosset L., Barrelet V., Odartchenko N. Antenatal fetal sex determination from maternal blood during early pregnancy. Am J Obstet Gynecol 1974; 120: 60–63. 24. Zilliacus R., de la Chapelle A., Schroder J., Tilikainen A., Kohue E., Kleihauer E. Transplacental passage of foetal blood cells. Scand J Haematol 1975; 15: 333–338. 25. Faust J., Bewerunge A., Habedank M., Kopecky P. Antenatal diagnosis of fetal sex by detection of Y-chromatin containing cells in maternal blood. Geburtshilfe Frauenheilkd 1976; Dec: 36(12): 1091–8. 26. Angell R., Adinolfi M. In: Adinolfi M. (Ed.). Immunology and Development: Clinics in Developmental Medicine 1969; 34: London: SIMP, 27–61. 27. Jacobs P.A., Smith P.G. Practical and theoretical implications of fetal-maternal lymphocyte transfer. Lancet 1969; Oct 4: 2(7623): 745. 28. Zimmerman A., Schmickel R. Fluorescent bodies in maternal circulation; Lancet 1971; 1: 489. 29. Adinolfi M.C., Gorvette D.P. The transfer of lymphocytes through the human placenta. In: Centaro A., Carretti N. (Eds). Proccedings of the First International Congress of Immunology in Obstetrics and Gynaecology (Padua), Amsterdam: Excerpta Medica Foundation 1974; 177–182. 30. Zilliacus R., de la Chapelle A., Schroder J., Tilikainen A., Kohue E., Kleihauer E. Transplacental passage of fetal blood cells. Scand J Haematol 1975; 15: 333–338. 31. Schroder J., Schroder E., Cann H.M. Fetal cells in the maternal blood. Lack of response of fetal cells in maternal blood to mitogens and mixed leukocyte culture. Hum Genet 1977; Aug 31: 38(1): 91–97. 32. Tkachuk D.C., Pinkel D., Kuo W-L., Weier H-U., Gray J.W. Clinical applications of fluorescence in situ hybridization. Genet Anal Tech Appl 1991; 8: 67–74. 33. Klinger K.W., Landes G., Dackowski W. et al. Multicolor fluorescence in situ hybridization for the simultaneous detection of probe sets for chromosomes 13, 18, 21, X and Y in incultured amniotic fluid cells. Hum Mol Genet 1992; 1: 307–313. 34. Randall K. Saiki, David H. Gelfand, Susanne Stoffel, Stephen J. Scharf, Russel Huguchi, Glenn T. Horn, Kary B. Mullis, Henry A. Erlich. Primer-Directed Enzymatic Amplification of DNA with a Thermostable DNA Polymerase. Science 1988; 239: (29 january): 487–491. 35. Pinckert T.L. Rapid determination of fetal sex by deoxyribonucleic acid amplification of Y chromosome-specific sequences. Am J Obstet Gynecol 1989; 161(3): 693–698. 36. Chou Q., Russell M., Birch D.E., Raymond J., Bloch W. Prevention of pre-PCR mis-priming and primer dimerization improves low-copy-number amplifications. Nucleic Acids Res 1992; Apr 11: 20(7): 1717–1723. 37. Yourno J. A method for nested PCR with single closed reaction tubes. PCR Methods Appl 1992; Aug: 2(1): 60–65. 38. Findlay I., Atkinson G., Chambers M., Quirke P., Campbell J., Rutherford A. Rapid genetic diagnosis at 7–9 weeks gestation: diagnosis of sex, single gene defects and DNA fingerprint from coelomic samples. Hum Reprod 1996; Nov: 11(11): 2548–53. 39. Lau T.K., Fung T.Y., Wong Y.F., Fung H.Y. A study of fetal sex determination in coelomic fluid. Gynecol Obstet Invest 1998; 45(1): 16–18. 40. Griffith-Jones M.D., Miller D., Lilford R.J., Scott J., Bulmer J. Detection of fetal DNA in transcervical swabs from the first trimester of pregnancies by gene amplification: a new route to prenatal diagnosis? Br J Obstet Gynaecol 1992; 99: 508–511. 41. Morris N., Williamson R. Non-invasive first trimester antenatal diagnosis. Br J Obstet Gynecol 1992; 99: 446–448. 42. Adinolfi M., Davies A., Sharif S., Soothill P., Rodeck C. Detection of trisomy 18 and Y-derived sequences in fetal nucleated cells obtained by transcervical flushing. Lancet 1993; 342: 403–404. 43. Adinolfi M. Detection of fetal cells in transcervical samples and prenatal diagnosis of chromosomal abnormalities. Prenat Diagn 1995; 15(10): 943–949. 44. Overton T.G. Prenatal diagnosis by minimally invasive first-trimester transcervical sampling is unreliable. Am J Obstet Gynecol 1996; 175(2): 382–387. 45. Sherlock J., Halder A., Tutschek B., Delhanty J., Rodeck C., Adinolfi M. Prenatal detection of fetal aneuploidies using transcervical cell samples. J Med Genet 1997; Apr: 34(4): 302–305. 46. Handyside A.H., Pattinson J.K., Penketh R.J.A., Delhanty J.D.A., Winston R.M.L., Tuddenham E.G.D. Biopsy of human preimplantation embryos and sexing by DNA amplification. Lancet 1989; 1: 8634: 347–349. 47. Levinson G., Fields R.A., Harton G.L., Palmer F.T., Maddalena A., Fugger E.F., Schulman J.D. Reliable gender screening for human preimplantation embryos, using multiple DNA target-sequences. Hum Reprod 1992; Oct: 7(9): 1304–13. 48. Samuel S.Chong, Kristleifur Kristjansson, Juan Cota, Alan H.Handyside, Mark R. Hughes. Preimplantation prevention of X-linked disease: reliable and rapid sex determination of single human cells by restriction analysis of simultaneously amplified ZFX and ZFY sequences. Hum Mol Genetics 1993; 2: 8: 1187–1191. 49. Santiago Munne, Zev Rosenwaks, Ya Xu Tang, Jacques Cohen, Jamie Grifo. Sex determination of human embryos using the polymerase chain reaction and confirmation by FISH. Fertil Steril 1994; Jan: 61(1): 111–117. 50. Verlinsky Y., Kuliev A. Human preimplantation diagnosis: needs, efficiency and efficacy of genetic and chromosomal analysis. Baillieres Clin Obstet Gynecol 1994; Mar: 8(1): 177–196 (62 ref). 51. Busch J. Enrichment of fetal cells from maternal blood by high gradient magnetic cell sorting (double MACS) for PCR-based genetic analysis. Prenat Diagn 1994; 14(12): 1129–1140. 52. Zheng Y.L., Carter N.P., Price C.M., Colman S.M., Milton P.J., Hackett G.A., Greaves M.F., Ferguson-Smith M.A. Prenatal diagnosis from maternal blood: simultaneous immunophenotyping and FISH of fetal nucleated erythrocytes isolated by negative magnetic cell sorting. J Med Genet 1993; Dec: 30(12): 1051–1056. 53. Iverson G.M., Bianchi D.W., Cann H.M., Herzenberg L.A. Detection and isolation of fetal cells from maternal blood using the flourescence-activated cell sorter (FACS). Prenat Diagn 1981; Jan: 1(1): 61–73. 54. Covone A.E., Kozma R., Johnson P.M., Latt S.A., Adinolfi M. Analysis of peripheral maternal blood samples for the presence of placenta-derived cells using Y-specific probes and McAb H315. Prenat Diagn 1988; Oct: 8(8): 591–607. 55. Adinolfi M., Camporese C., Carr T. Gene amplification to detect fetal nucleated cells in pregnant women. Lancet 1989; Aug 5: 2(8658): 328–329. 56. Lo Y.M., Patel P., Wainscoat J.S., Sampietro M., Gillmer M.D., Fleming K.A. Prenatal sex determination by DNA amplification from maternal peripheral blood. Lancet 1989; Dec 9: 2(8676): 1363–1365. 57. Schwinger E., Hillers M., Vosberg H.P. No identification of Y-chromosomal DNA in blood from pregnant women bearing a male fetus? Am J Hum Genet 1989; 45: A268. 58. Weier H.U. et al. Advances in Analytical Cellular Pathology, edited by G. Burger et al. 1990; 105. 59. Bianchi D.W., Flint A.F., Pizzimenti M.F., Knoll J.H., Latt S.A. Isolation of fetal DNA from nucleated erythrocytes in maternal blood. Proc Natl Acad Sci USA 1990; May: 87(9): 3279–3283. 60. Ganshirt-Ahlert D., Pohlschmidt M., Gal A., Miny P., Horst J., Holzgreve W. Ratio of fetal to maternal DNA is less than 1 in 5000 at different gestational ages in maternal blood. Clin Genet 1990; Jul: 38(1): 38–43. 61. Lo Y-M.D., Patel P., Sampietro M., Gillmer M.D.G., Fleming K.A., Wainscoat J.S. Detection of single-copy fetal DNA sequence from maternal blood. Lancet 1990; Jun 16: 335(8703): 1463–1464. 62. Mueller U.W., Hawes C.S., Wright A.E., Petropoulos A., DeBoni E., Firgaira F.A., Morley A.A., Turner D.R., Jones W.R. Isolation of fetal trophoblast cells from peripheral blood of pregnant women. Lancet 1990; Jul 28: 336(8709): 197–200. 63. Bianchi D.W., Stewart J.E., Garber M.F., Lucotte G., Flint A.F. Possible effect of gestational age on the detection of fetal nucleated erythrocytes in maternal blood. Prenat Diagn 1991; Aug: 11(8): 523–528. 64. Bruch J.F., Metezeau P., Garcia-Fonknechten N., Richard Y., Tricottet V., Hsi B.L., Kitzis A., Julien C., Papiernik E. Trophoblast-like cells sorted from peripheral maternal blood using flow сytometry: a multiparametric study involving transmission electron microscopy and fetal DNA amplification. Prenat Diagn 1991; Oct: 11(10): 787–798. 65. Nakagome Y., Seki S., Nagafuchi S., Nakahori Y., Sato K. Absence of fetal cells in maternal circulation at a level of 1 in 25,000. Am J Med Genet 1991; Sep 15: 40(4): 506–508. 66. Price J.O., Elias S., Wachtel S.S., Klinger K., Dockter M., Tharapel A., Shulman L.P., Phillips O.P., Meyers C.M., Shook D. Prenatal diagnosis with fetal cells isolated from maternal blood by multiparameter flow cytometry. Am J Obstet Gynecol 1991; Dec: 165(6 Pt 1): 1731–1737. 67. Wachtel S., Elias S., Price J., Wachtel G., Phillips O., Shulman L., Meyers C., Simpson J.L., Dockter M. Fetal cells in the maternal circulation: isolation by multiparameter flow cytometry and confirmation by polymerase chain reaction. Hum Reprod 1991; Nov: 6(10): 1466–9. 68. Kao S.M., Tang G.C., Hsieh T.T., Young K.C., Wang H.C., Pao C.C. Analysis of peripheral blood of pregnant women for the presence of fetal Y сhromosome-specific ZFY gene deoxyribonucleic acid sequences. Am J Obstet Gynecol. 1992; Mar: 166(3): 1013–1019. 69. Suzumori K., Adachi R., Okada S., Narukawa T., Yagami Y., Sonta S. Fetal cells in the maternal circulation: detection of Y-sequence by gene amplification. Obstet Gynecol 1992; Jul: 80(1): 150–154. 70. Wessman M., Ylinen K., Knuutila S. Fetal granulocytes in maternal venous blood detected by in situ hybridization. Prenat Diagn 1992; Dec: 12(12): 993–1000. 71. Bianchi D.W., Zickwolf G.K., Yih M.C., Flint A.F., Geifman O.H., Erikson M.S., Williams J.M. Erythroid-specific antibodies enhance detection of fetal nucleated erythrocytes in maternal blood. Prenat Diagn 1993; Apr: 13(4): 293–300. 72. Hamada H., Arinami T., Kubo T., Hamaguchi H., Iwasaki H. Fetal nucleated cells in maternal peripheral blood: frequency and relationship to gestational age. Hum Genet 1993; Jun: 91(5): 427–432. 73. Langlois S., Wilson R.D. Non-invasive prenatal fetal testing by analysis of maternal blood. Clin Invest Med 1993; Oct: 16(5): 333–338. 74. Lo Y.M., Patel P., Baigent C.N., Gillmer M.D., Chamberlain P., Travi M., Sampietro M., Wainscoat J.S., Fleming K.A. Prenatal sex determination from maternal peripheral blood using the polymerase chain reaction. Hum Genet 1993; Jan: 90(5): 483–488. 75. Adkison L.R., Andrews R.H., Vowell N.L., Koontz W.L. Improved detection of fetal cells from maternal blood with polymerase chain reaction. Am J Obstet Gynecol 1994; Mar: 170(3): 952–955. 76. Bianchi D.W., Shuber A.P., DeMaria M.A., Fougner A.C., Klinger K.W. Fetal cells in maternal blood: determination of purity and yield by quantitative polymerase chain reaction. Am J Obstet Gynecol 1994; Oct: 171(4): 922–926. 77. Bjorkqvist A.M., Slunga-Tallberg A., Wessman M., Ylinen K., Knuutila S. Prenatal sex determination by in situ hybridization on fetal nucleated cells in maternal whole venous blood. Clin Genet 1994; Nov: 46(5): 352–356. 78. Liou J.D., Hsieh T.T., Pao C.C. Presence of cells of fetal origin in maternal circulation of pregnant women. Ann N Y Acad Sci 1994; Sep 7: 731: 237–241. 79. Hamada H. Mid-trimester fetal sex determination from maternal peripheral blood by fluorescence in situ hybridization without enrichment of fetal cells. Prenat Diagn 1995; 15(1): 78–81. 80. Slunga-Tallberg A. Maternal origin of nucleated erythrocytes in peripheral venous blood of pregnant women. Hum Genet 1995; 96(1): 53–57. 81. Takabayashi H. Development of non-invasive fetal DNA diagnosis from maternal blood. Prenat Diagn 1995; 15(1): 74–77. 82. Thomas M.R. The time of appearance and disappearance of fetal DNA from the maternal circulation. Prenat Diagn 1995; 15(7): 641–646. 83. Yang Y.H. Prenatal fetal sex determination from maternal peripheral blood using polymerase chain reaction. Yonsei Med J 1995; 36(4): 361–366. 84. Bianchi D.W. Prenatal diagnosis by analysis of fetal cells in maternal blood. J Pediatr 1995; 127(6): 847–856. 85. Durrant L.G. Non-invasive prenatal diagnosis by isolation of both trophoblasts and fetal nucleated red blood cells from the peripheral blood of pregnant women. Br J Obstet Gynaecol 1996; 103(3): 219–222. 86. Durrant L.G. Isolation of fetal trophoblasts and nucleated erythrocytes from the peripheral blood of pregnant women for prenatal diagnosis of fetal aneuploides. Early Hum Dev 1996; 47: Suppl: 79–83. 87. Sekizawa A. Prenatal diagnosis of the fetal RhD blood type using a single fetal nucleated erythrocyte from maternal blood. Obstet Gynecol 1996; 87(4): 501–505. 88. Wachtel S.S. Fetal cells in maternal blood: recovery by charge flow separation. Hum Genet 1996; 98(2): 162–166. 89. Lo Y.M., Corbetta N., Chamberlain P.F., Rai V., Sargent I.L., Redman C.W., Wainscoat J.S. Presence of fetal DNA in maternal plasma and serum. Lancet 1997; Aug 16: 350(9076): 485–487. 90. Sohda S., Arinami T., Hamada H., Nakauchi H., Hamaguchi H., Kubo T. The proportion of fetal nucleated red blood cells in maternal blood: estimation by FACS analysis. Prenat Diagn 1997; Aug: 17(8): 743–752. 91. von Eggeling F., Michel S., Gunther M., Schimmel B., Claussen U. Determination of the origin of single nucleated cells in maternal circulation by means of random PCR and a set of length polymorphisms. Hum Genet 1997; Feb: 99(2): 266–270. 92. Ma X., Wang Y., Wang L. Optimum time of maternal blood sampling for prenatal diagnosis with fetal cells. Chung Hua Fu Chan Ko Tsa Chih 1997; May: 32(5): 293–295. 93. Smid M., Lagona F., Papasergio N., Ferrari A., Ferrari M., Cremonesi L. Influence of gestational age on fetal deoxyribonucleic acid retrieval in maternal peripheral blood. Am J Obstet Gynecol 1997; Dec: 177(6): 1517–1522. 94. Lo Y.M., Tein M.S., Lau T.K., Haines C.J., Leung T.N., Poon P.M., Wainscoat J.S., Johnson P.J., Chang A.M., Hjelm N.M. Quantitative analysis of fetal DNA in maternal plasma and serum: implications for noninvasive prenatal diagnosis. Am J Hum Genet 1998; Apr: 62(4): 768–775. 95. Lagona F., Smid M., Papasergio N., Ferrari A., Ferrari M., Cremonesi L. Multiple testing in fetal gender determination from maternal blood by polymerase сhain reaction. Hum Genet 1998; Jun: 102(6): 687–690. 96. Oosterwijk J.C., Mesker W.E., Ouwerkerk-van Velzen M.C., Knepfle C.F., Wiesmeijer K.C., Beverstock G.C., van Ommen G.J., Kanhai H.H., Tanke H.J. Fetal cell detection in maternal blood: a study in 236 samples using erythroblast morphology, DAB and HbF staining, and FISH analysis. Cytometry 1998; Jul 1: 32(3): 178–185. 97. Lo Y.M., Wainscoat J.S., Fleming K.A. Non-invasive prenatal diagnosis. Lancet 1994; Mar 26: 343(8900): 802–803. 98. Adinolfi M., Camporese C., Carr T. Gene amplification to detect fetal nucleated cells in pregnant women. Lancet 1989; Aug 5: 2(8658): 328–329. 99. Schwinger E., Hillers M., Vosberg H.P. No identification of Y-chromosomal DNA in blood from pregnant women bearing a male fetus? Am J Hum Genet 1989; 45: A268. 100. Nakagome Y., Nagafuchi S., Nakahori Y. Prenatal sex determination. Lancet 1990; Feb 3: 335(8684): 291. 101. Ganshirt D., Garritsen H., Miny P., Holzgreve W. Fetal cells in maternal circulation throughout gestation. Lancet 1994; Apr 23: 343(8904): 1038–1039. 102. Bianchi D.W. Male fetal progenitor cells persist in maternal blood for as long as 27 years postpartum. Proc Natl Acad Sci USA 1996; 93(2): 705–708. 103. Charles Rodeck, Boris Tutschek, Jon Sherlock, John Kingdom. Metods for the transcervical collection of fetal cells during the first trimester of pregnancy. Prenat Diagn 1995; 15: 933–942. 104. Scholly T.A. Sonographic determination of fetal gender. AJR Am J Roentgenol 1980; 135(6): 1161–1165. 105. Стрижова Н.В., Варич Г.Н. Ультразвуковая диагностика пола плода. Акуш и гин 1983; 1: 35–36. 106. Reece E.A., Winn H.N., Wan M., Burdine C., Green J., Hobbins J.C. Can ultrasonography replace amniocentesis in fetal gender determination during the early second trimester? Am J Obstet Gynecol 1987; Mar: 156(3): 579–581. 107. Meagher S., Davison G. Early second-trimester determination of fetal gender by ultrasound. Ultrasound Obstet Gynecol 1996; Nov: 8(5): 322–324. 108. Жерносек И.В. О возможности использования эхографии для прогнозирования пола плода. Акуш и гин 1988; 1: 31–33. 109. Loewit K., Egg D., Voigt K., Keusch H. Determination of fetal sex from maternal testosterone excretion in early pregnancy. Dtsch Med Wochenschr 1974; Aug 16: 99(33): 1656–1657. 110. Fiyalkowski W. Biologiczny rytm plodnosci a regulacja urodren. Warszawa, 1978. 111. Lobel S.M., Pomponio R.J., Mutter G.L. The sex ratio of normal and manipulated human sperm quantitated by the polymerase chain reaction. Fertil Steril 1993; Feb: 59(2): 387–392. 112. Vidal F., Moragas M., Catala V., Torello M.J., Santalo J., Calderon G., Gimenez C., Barri P.N., Egozcue J., Veiga A. Sephadex filtration and human serum albumin gradients do not select spermatozoa by sex chromosome: a fluorescent in situ hybridization study. Hum Reprod 1993; Oct: 8(10): 1740–1743. 113. Kaneko S., Oshio S., Kobayashi T., Mohri H., Iizuka R. Buoyancy and sedimentation of human X- and Y-bearing sperm. Arch Androl 1987; 19(3): 211–215. 114. Andersen C.Y., Byskov A.G. Enhanced separation of X and Y bearing sperm cells by a combined density gradient centrifugation evaluated by fluorescence in situ hybridization of the Y-chromosome. Acta Obstet Gynecol Scand 1997; Feb: 76(2): 131–134. 115. Daniell J.F., Herbert C.M., Repp J., Torbit C.A., Wentz A.C. Initial evaluation of a convection counter streaming galvanization technique of sex separation of human spermatozoa. Fertil Steril 1982; Aug: 38(2): 233–237. 116. Kaneko S., Oshio S., Kobayashi T., Iizuka R., Mohri H. Human X- and Y-bearing sperm differ in cell surface sialic acid content. Biochem Biophys Res Commun 1984; Nov 14: 124(3): 950–955. 117. Ishijima S.A., Okuno M., Mohri H. Zeta potential of human X- and Y-bearing sperm. Int J Androl 1991; Oct: 14(5): 340–347. 118. Manger M., Bostedt H., Schill W.B., Mileham A.J. Effect of sperm motility on separation of bovine X- and Y-bearing spermatozoa by means of free-flow electrophoresis. Andrologia 1997; Jan-Feb: 29(1): 9–15. 119. Brandriff B.F., Gordon L.A., Haendel S., Singer S., Moore D.H., Gledhill B.L. Sex chromosome ratios determined by karyotypic analysis in albumin-isolated human sperm. Fertil Steril 1986; Oct: 46(4): 678–685. 120. Flaherty S.P., Michalowska J., Swann N.J., Dmowski W.P., Matthews C.D., Aitken R.J. Albumin gradients do not enrich Y-bearing human spermatozoa. Hum Reprod 1997; May: 12(5): 938–942. 121. Sills E.S., Kirman I., Colombero L.T., Hariprashad J., Rosenwaks Z., Palermo G.D. H-Y antigen expression patterns in human X- and Y-chromosome-bearing spermatozoa. Am J Reprod Immunol 1998; Jul; 40(1): 43–47. 122. Sarkar S., Jolly D.J., Friedmann T., Jones O.W. Swimming behavior of X and Y human sperm. Differentiation 1984; 27(2): 120–125. 123. Gledhill B.L. Selection and separation of X- and Y- chromosome-bearing mammalian sperm. Gamete Res 1988; Jul: 20(3): 377–395. 124. Hossain A.M., Barik S., Rizk B., Thorneycroft I.H. Preconceptional sex selection: past, present, and future. Arch Androl 1998; Jan-Feb: 40(1): 3–14. 125. Hendriksen P.J., Welch G.R., Grootegoed J.A., Van der Lende T., Johnson L.A. Comparison of detergent-solubilized membrane and soluble proteins from flow cytometrically sorted X- and Y-chromosome bearing porcine spermatozoa by high resolution 2-D electrophoresis. Mol Reprod Dev 1996; Nov: 45(3): 342–350. 126. Cran D.G., Johnson L.A. The predetermination of embryonic sex using flow cytometrically separated X and Y spermatozoa. Hum Reprod Update 1996; Jul-Aug: 2(4): 355–363. 127. Johnson L.A. Advances in gender preselection in swine. J Reprod Fertil Suppl 1997; 52: 255–266. 128. Vidal F., Fugger E.F., Blanco J., Keyvanfar K., Catala V., Norton M., Hazelrigg W.B., Black S.H., Levinson G., Egozcue J., Schulman J.D. Efficiency of MicroSort flow cytometry for producing sperm populations enriched in X- or Y-chromosome haplotypes: a blind trial assessed by double and triple colour fluorescent in situ hybridization. Hum Reprod 1998; Feb: 13(2): 308–312. |