Новые методические подходы в пренатальной диагностике хромосомных заболеваний (обзор литературы).
|
Установлено, что более 40% спонтанных абортов и около 7% мертворождений обусловлено хромосомными аберрациями (ХА). Патология, сопровождающая дисбаланс хромосомного материала, вызывает различные аномалии развития у носителей и может быть связана не только с множественными врожденными пороками развития (МВПР), но и с умственной и физической отсталостью, нарушениями полового развития, бесплодием и невынашиванием беременности. Популяционная частота ХА у новорожденных составляет 0,6–0,8%, а у новорожденных с МВПР она возрастает до 40% [1, 2]. Лечение большинства таких пациентов пока малоэффективно, а прогноз неблагоприятен. Поэтому в современных условиях интенсивно развиваются методы дородовой диагностики ХА, а их использование в практическом здравоохранении позволяет предупредить рождение детей с тяжелой патологией. В настоящее время из-за экономических трудностей в России частично сокращается финансирование государственных программ дородового мониторинга состояния здоровья беременных женщин. Параллельно с этим процессом изменяется отношение врачей к скринингу анеуплоидий. В частности, предпринимаются попытки полностью отказаться от биохимического тестирования беременных женщин и заменить его более углубленным и расширенным ультразвуковым исследованием (УЗИ).
Целью настоящего обзора явился анализ как существующих методических подходов в пренатальной диагностике (ПД) хромосомопатий, так и ее принципиально новых направлений.
Обязательным условием успешного проведения ПД является предварительное выяснение семейного и акушерско-гинекологического анамнеза. Возраст и анамнез. Женщины 35 лет и старше составляют самую многочисленную группу среди беременных, которым проводится инвазивная ПД, хотя удельный вес этих рожениц составляет 5% от общего числа в популяции [3]. Более чем у 4% из них выявляются те или иные ХА плода [4, 5]. Подсчитано, что у женщины 40 лет индивидуальный риск синдрома Дауна (СД) у плода на 16-й неделе беременности равняется 1:67, тогда как у 20-летней беременной он равен 1:1053 [6]. Пороговый уровень риска (a risk level cutoff), превышение которого делает целесообразным выполнение инвазивных манипуляций, в отсеивающих компьютерных программах приближается по абсолютной величине к частоте рождения детей с СД у женщин 35–37 лет (1:200–1:400). В связи с этим во многих странах женщины с “возрастной” беременностью направляются на инвазивную диагностику без предварительного определения в сыворотке крови концентрации биохимических маркеров [7, 8]. Другие фетальные анеуплоидии, включая трипло-Х и синдром Клайнфельтера, также достоверно чаще наблюдаются в данной группе. Однако возраст как изолированное показание к пренатальному кариотипированию позволяет диагностировать не более 2% ХА, влияющих на прогноз жизни (5, 7–9]. Общеизвестно, что частота хромосомной патологии несколько выше у матерей, имеющих в анамнезе детей (плодов) с ХА или пороками развития, а также у женщин с привычным невынашиванием в ранних сроках беременности. Индивидуальный риск ХА плода наиболее высок у родителей-носителей хромосомных нарушений [10]. Прогностическая значимость данных анамнеза анализируется во многих работах и неодинаково оценивается разными авторами [4, 5, 9, 11, 12]. Биохимический скрининг. Наиболее распространенный вариант биохимического скрининга хромосомных нарушений включает оценку в сыворотке крови матери уровня АФП, ХГ и НЭ на 15–20-й неделе беременности. Эффективность этого "тройного теста" составляет 60–70% [13, 14]. Использование АФП в качестве единственного белкового маркера снижает эффективность биохимического скрининга более чем в 3 раза [13]. Замена в “тройном тесте” НЭ димерным ингибином А позволяет обнаружить 97% случаев СД плода без значительного изменения уровня ложноположительных результатов [15]. Финские исследователи пришли к заключению, что определение концентрации НЭ увеличивает стоимость данной отсеивающей программы без существенного улучшения выявляемости хромосомной патологии [7]. Однако, по данным других авторов, измерение сывороточного содержания НЭ достоверно повышает информативность иммунохимического тестирования [16]. В последние годы отмечается значительное усиление интереса клиницистов к ассоциированному с беременностью протеина А (pregnancy-associated plasma protein-A, PAPP, А), что обусловлено, главным образом, его высокой информативностью при диагностике ХА плода в конце I триместра беременности [17]. Пренатальный биохимический скрининг, который проводили в Англии, Швейцарии, США и многих других странах, показал, что выявляемость СД в I триместре беременности при одновременном определении концентраций РАРР-А и свободной ?-цепи ХГ, а также с учетом возраста матери достигает 70% при уровне ложноположительных результатов, приближающемся к 5%. Эффективность изолированной оценки сывороточного содержания свободной субъединицы ХГ была примерно вдвое ниже. По данным E.Casals и соавт., она равнялась только 9%, тогда как комбинированное исследование РАРР-А и АФП в I триместре позволяло обнаружить более 80% плодов с СД [18]. Диагностическая ценность определения свободной ?-цепи ХГ в моче приближалась к таковой в сыворотке крови [19]. Более подробная информация о свойствах и динамике сывороточной концентрации РАРР-А и других маркеров хромосомной патологии плода представлена в недавно опубликованном обзоре [17]. Эхографический скрининг. Несмотря на бесспорную информативность биохимических тестов, во многих центрах отдается предпочтение ультразвуковому скринированию фетальных хромосомопатий. С помощью тщательно проведенного рутинного УЗИ в 20 нед беременности можно выявить до 20% хромосомных нарушений и около 40% трисомий по хромосоме 21 (при 8% уровне ложноположительных результатов) [9,16]. При СД плода часто обнаруживаются утолщенная (более 5 мм) шейная складка, внутриутробная задержка развития плода, умеренный гидронефроз, укорочение бедренной кости, гиперэхогенный кишечник и пороки сердца. Описаны также разнообразные пренатальные маркеры и других анеуплоидий [6]. В некоторых случаях для их детекции показано проведение компьютерной томографии [20]. Комбинация эхографических отклонений с задержкой внутриутробного развития плода и аномальным количеством околоплодных вод повышает выявляемость хромосомной патологии до 82,4%. Обнаружено, что наибольшее количество грубых (т.е. приводящих к летальным исходам или тяжелой инвалидности) ХА диагностируется при наличии эхографических маркеров, а не в группе пороков развития плода (соответственно 21,6 и 14,9%) [9]. Увеличение воротникового пространства (3 мм и более) в сроке от 10 до 14 нед беременности является общим фенотипическим проявлением трисомий, синдрома Шерешевского–Тернера и триплоидии; оно наблюдается только у 5% плодов с нормальным кариотипом [6, 21]. Определение его толщины в одном из английских перинатальных центров привело к обнаружению 77% плодов с СД и 78% плодов с другими ХА [6]. В дальнейшем было показано, что выявляемость трисомий по хромосомам 21, 13 и 18 с помощью эхографического исследования составляет 73%, а в комбинации с иммунохимической оценкой сывороточной концентрации свободной ?-цепи и РАРР-А она возрастает до 87% [18, 22]. Развитие неинвазивных методов ПД привело к возникновению концепции о значительной эффективности последовательного и комбинированного пренатального скрининга хромосомных заболеваний, который состоит из следующих этапов:
Инвазивные методики. Помимо роста экономических затрат, одним из негативных последствий повсеместного внедрения широкого комплекса скрининговых исследований будет увеличение частоты инвазивных вмешательств, которое, несомненно, приведет к возрастанию количества ятрогенных фетальных потерь. Уже в настоящее время в Дании 10–12% беременных женщин подвергаются инвазивным диагностическим процедурам, что позволяет выявить пренатально 40% плодов с СД [23]. Между тем ПД обоснована и целесообразна только тогда, когда риск рождения больного ребенка выше риска осложнений после применения хирургических манипуляций, предназначенных для получения плодового материала, – хорионбиопсии, амниоцентеза и кордоцентеза. Наиболее низкий уровень перинатальных потерь отмечается после амниоцентеза, который выполняется обычно на 16–20-й неделе беременности, поскольку до этого срока в околоплодных водах присутствуют лишь единичные фибробласты плода, способные in vitro прикрепляться к пластику и размножаться. Результаты единственного сравнительного рандомизированного исследования, проведенного в Дании, показали, что частота спонтанных абортов после амниоцентеза составляет 1,7%, причем она достоверно выше, чем в контрольной группе (1%, р меньше 0,01). Датские ученые выявили также связь между амниоцентезом и возрастающим риском развития респираторного дистресс-синдрома и пневмонии у новорожденных: в основной группе наблюдалось 1,8% детей с этими постнатальными осложнениями, а в контрольной группе их было около 1% [24]. В Израиле, Канаде, Франции, Англии и во многих других странах амниоцентез в течение последних десятилетий остается основным методом получения клеток плода для последующего кариотипирования [14, 25–27]. Наш собственный опыт и данные зарубежных цитогенетиков свидетельствуют о том, что при использовании стандартного трипсин-метода можно получать высококачественные хромосомные препараты фибробластов плода из амниотической жидкости уже после 10–14-суточного культивирования их в плоскодонных флаконах в CO2-инкубаторе [7, 28, 29]. С помощью "пипеточного" метода У.Клауссена, суть которого заключается в индивидуальном сборе митотических клеток микропипеткой, удается приготовить любое необходимое количество G-дифференциально окрашенных метафазных пластинок уже к концу 1-й недели культивирования [30, 31]. Высокую эффективность имеет и метод in situ анализа метафаз в колониях фетальных клеток [30]. Анализ результатов раннего амниоцентеза и хорионбиопсии при сроке беременности 10–13 нед у женщин с развивающейся одноплодной беременностью показал, что обе методики имеют одинаковую эффективность при получении цитогенетического материала, однако увеличение риска перинатальных потерь на 2–3% при раннем амниоцентезе по сравнению с таковым при хорионбиопсии делает последнюю более перспективным методом ПД хромосомных болезней у плода в I триместре. Основным диагностическим материалом, используемым для цитогенетических исследований в I триместре беременности, являются ворсины хориона. После трансабдоминальной хорионбиопсии средняя частота потерь плодов составляет 1–3%, а после трансцервикальной хорионбиопсии она равняется 6,3–14% [9, 32). Доказано, что ее выполнение при сроке беременности менее 10 нед может привести к оромандибулярной гипоплазии (микрогнатии и микроглоссии) и более чем на порядок повышает частоту врожденных поперечных редукций конечностей, которая в общей популяции составляет 1,8 на 10 000 живорожденных [33]. К несомненным достоинствам этой методики относятся возможность быстрого (через 1–2 сут) получения результата, ее относительная простота и экономичность, а также высокая эффективность, практически не зависящая от срока беременности. Наиболее часто при кариотипировании цитотрофобласта выявляются аутосомные анеуплоидии и структурные аберрации, несколько реже встречаются анеуплоидии по гоносомам, сверхкомплектные маркеры и триплоидии [11]. Примерно у 1–2% женщин при кариотипировании ворсин хориона на 9–11-й неделе беременности обнаруживается анеуплоидия, чаще всего полная или мозаичная трисомия, при нормальном кариотипе плода. Такой ограниченный плацентарный мозаицизм обычно ассоциирован с внутриутробной задержкой развития плода [34]. С помощью современных молекулярно-генетических методов установлено, что в большинстве случаев он сочетается с унипарентной дисомией, при которой у плода обе гомологичные хромосомы наследуются от одного родителя [35]. Клиническими проявлениями последней могут быть синдромы Прадера–Вилли и Ангельмана (хромосома 15) и синдром Беквита–Видемана (хромосома 11), витальный прогноз которых неблагоприятен, а также различные аутосомно-рецессивные заболевания, возникающие вследствие гомозиготизации хромосомного материала. При обследовании женщин с высоким риском хромосомной патологии не рекомендуется полностью полагаться только на результаты кариотипирования цитотрофобласта и клеток ворсин хориона, имеющих экстраэмбриональное происхождение. Более надежными являются результаты цитогенетического анализа клеток амниотической жидкости и лимфоцитов. Взятие крови плода при пункции сосудов пуповины под контролем ультразвука, кордоцентез, который обычно проводят не ранее 20-й недели беременности, вызывает осложнения в среднем в 3,2–6,5% случаев [32, 36]. Частота фетальных потерь в течение 2 нед от момента его выполнения зависит от того, по каким показаниям он проводился, и составляет 1, 7 и 14% соответственно, при нормальном развитии плода, структурных аномалиях и задержке развития плода [37]. Кроме того, риск перинатальной смертности после кордоцентеза во многом определяется квалификацией и опытом хирурга. Во Франции доля кордоцентезов среди всех инвазивных вмешательств составляет 23% [27], а в США в ряде центров его назначают большинству женщин с УЗИ-маркерами хромосомных заболеваний [29]. Современные методы ДНК-анализа. В последние годы для ПД все чаще применяются молекулярно-генетические методы, наиболее важным из которых является FISH (fluorescence in situ hybridization). Он основан на использовании в реакции гибридизации in situ различных ДНК-проб (клонированных фрагментов ДНК человека), которые в фиксированных препаратах связываются со строго определенными (комплементарными им) районами хромосом. FISH превосходит классические методы кариотипирования по разрешающей способности и экономичности и в меньшей степени зависит от уровня подготовки цитогенетика [38]. С его помощью возможно определение числа хромосом в ядрах амниоцитов, цитотрофобласта, лимфоцитов и любых других клеток в течение 24–48 ч [29]. Обследование десятков тысяч пациенток показало, что эффективность интерфазного FISH-анализа некультивируемых амниоцитов превышает 80%. При одновременном применении центромероспецифичных зондов, взаимодействующих с хромосомами 13, 18, 21, X и Y, выявляется 90–95% всех фетальных ХА [29, 38]. Поэтому данный вариант FISH имеет гораздо более высокую информативность, чем другие скрининговые методы. Особую ценность он приобретает при проведении пренатальной экспресс-диагностики с целью уточнения степени мозаицизма неделящихся клетках ворсин хориона и амниотической жидкости. Некоторые авторы при постановке FISH-мeтoдa для выявления трисомий в амниоцитах отдают предпочтение теломерным ДНК-пробам космидных клонов [39]. Центромероспецифичные зонды не всегда пригодны для обнаружения несбалансированных робертсоновских транслокаций, доля которых среди всех трисомий составляет около 5%, и многих других структурных ХА. Поэтому в ПД для FISH-вepификaции транслокаций часто используются коммерческие хромосомоспецифичные ДНК-библиотеки (т.е. смесь уникальных последовательностей ДНК, покрывающих всю длину хромосомы – painting probes) [40]. Этот вариант позволяет также устанавливать семейный характер сверхкомплектных маркерных хромосом, который наблюдается в 40% случаев, что нередко играет решающую роль в выборе тактики ведения беременности. Показано, в частности, что обнаружение у плода дополнительной хромосомы, идентичной по молекулярному составу маркерной хромосоме одного из фенотипически здоровых родителей, свидетельствует о незначительном риске рождения ребенка с аномалиями развития [41]. Частота последних при наличии несателлитных фетальных хромосом, возникших de novo, может достигать 27%, а для маркеров, содержащих короткие плечи акроцентрических хромосом, она составляет около 8% [32]. Для успешного анализа многих ХА плода, например, микроделеций, инсерций или инверсий, часто необходим микро-FISH-метод (reverse chromosome painting). Суть его состоит в том, что с помощью микроманипулятора или проточной сортировки изолируют аберрантные хромосомы, их ДНК амплифицирует, продукты полимеразной цепной реакции (ПЦР) метят и используют затем как зонды сплошной окраски для гибридизации с нормальными метафазными хромосомами. Таким образом удается идентифицировать участки, присутствующие на аномальной хромосоме, и выявить ее делетированные районы. С помощью “обратного” окрашивания можно определить, является ли данная фетальная транслокация, наследуемая от одного из родителей, сбалансированной, что чрезвычайно важно для решения вопроса о прерывании беременности. Микро-FISH-анализ (в комбинации с микродиссекцией хромосом и ПЦР) культивируемых клеток амниотической жидкости был успешно использован для идентификации возникших de novo маркерных ХА: небольшой сверхкомплектной сателлитной хромосомы, изохромосомы i(9p) и кольцевой мини-хромосомы r(1) [42]. Первая из них образовалась в результате слияния центромерных гетерохроматических районов хромосом 14 и 22, поэтому какие-либо ее фенотипические проявления до и после рождения ребенка обнаружить не удалось. В двух других случаях наблюдались множественные аномалии и пороки развития плодов и ранняя постнатальная гибель новорожденных, вследствие присутствия в маркерных хромосомах эухроматических участков, содержащих структурные гены. Таким образом, FISH-анализ в комплексе с методами классической цитогенетики резко повышает эффективность ПД практически всех видов хромосомопатий. Быстрым и экономичным скрининговым методом определения анеуплоидии и триплоидии плода является тест, основанный на количественной флюоресцентной мультиплексной ПЦР. При его постановке амплифицируются небольшие повторяющиеся последовательности ДНК, маркирующие хромосомы 21, 18, 13, X и др., а последующий количественный флюоресцентный анализ ПЦР-продуктов позволяет дифференцировать образцы с нормальным и патологическим кариотипом. Продолжительность ПЦР-анализа обычно составляет несколько часов [43]. В.Perti и соавт. при исследовании 85 образцов ДНК, выделенной из клеток амниотической жидкости плодов, в 82 удалось достичь значительного совпадения с результатами стандартного цитогенетического анализа. Они обнаружили 20 плодов с СД, а также плоды с триплоидией (2 случая), синдромом Эдвардса (2 случая) и синдромом Патау (1 случай) [44]. Лишь в 3 наблюдениях при амплификации единственного маркерного повтора хромосомы 13 имела место гипердиагностика синдрома Патау, причем у одного из плодов она объяснялась дупликацией хромосомного материала. С помощью количественного ПЦР-метода возможно обнаружение нуклеотидной последовательности, соответствующей SRY-гену хромосомы Y, в крови женщин, беременных мужским плодом, после 7-й недели гестационного периода 145]. Положительный результат удается получить при наличии 1 мужской фетальной клетки среди 12 800 клеток матери. ПЦР-тест весьма эффективен при анализе малого количества генетического материала, полученного, например, при раннем амниоцентезе, выделении фетальных клеток, циркулирующих в материнском кровотоке, или трансцервикальном лаваже. Последний обычно проводится на 7–9-й неделе беременности, и трофобластические клетки, находящиеся в смывах слизи из цервикального канала или нижнего отдела полости матки, используют для диагностики трисомий плода и для определения его пола [46, 47]. Сообщается также об успешном выявлении СД плода с помощью FISH-анализа лаважных клеток [47]. Показана принципиальная возможность определения кариотипа по клеткам плода, циркулирующим в материнском кровотоке. Несмотря на то, что даже в конце беременности на 1 эритробласт плода приходится 10 000 материнских ядросодержащих клеток, с помощью современных иммунофлюоресцентных или магнитных модулей для проточной сортировки клеток (FACS, MACS и др.) удается получить обогащенную фракцию фетальных клеток, в которой их содержание может достигать 10% [48]. Для выделения эритробластов используются меченные флюорохромами или железными частицами моноклональные антитела к белкам, присутствующим на их мембранах – рецептору трансферрина (CD71), гликофорину А и рецептору тромбоспондина [49]. Предварительно клетки крови центрифугируют в тройном градиенте плотности, и в ряде случаев, проводят с помощью ядерных красителей селекцию клеток, содержащих ядра. Рекомендуется также негативная сортировка СD45-позитивных лимфоцитов. Помимо клеток эритроидного ряда в крови матери находятся фетальные лимфоциты и гранулоциты, а также трофобластические клетки, но они оказались менее удобными объектами для цитогенетических исследований [48, 49]. С помощью интерфазного FISH-анализа флотирующих в крови матери клеток были идентифицированы фетальные трисомии по хромосомам 21, 18, X, а также синдром Клайнфельтера (47,XXY) [48–50]. Так, исследование 42 312 ядер клеток, изолированных из кровотока 40 женщин, направленных для проведения ПД в различные сроки беременности (10–27 нед), позволил в 2 наблюдениях обнаружить СД плода, который в дальнейшем был подтвержден с помощью амниоцентеза [50]. Пол был правильно определен у всех плодов с кариотипом 46,ХХ и у 5 из 16 плодов с мужским кариотипом. В 1 случае у плода с синдромом Эдвардса аберрантные клетки среди 640 отсортированных клеток выявить не удалось. В остальных наблюдениях, по данным FISH и последующего кариотипирования амниоцитов, хромосомная патология плода отсутствовала. В большинстве публикаций сообщается лишь об единичных случаях ПД анеуплоидий. Их анализ свидетельствует о том, что данный тест имеет пока более низкую чувствительность и специфичность по сравнению с аналогичными показателями инвазивных методик. Главной проблемой остается низкая концентрация фетальных клеток в обогащенной фракции, причем значительная их часть не вступает в реакцию гибридизации с ДНК-зондами. Поэтому приходится проводить анализ ограниченного количества клеток, что увеличивает вероятность ошибки. Определенные трудности возникали даже при определении пола плода, тогда как при исследовании ДНК отсортированных клеток с помощью ПЦР-амплификации Y-специфических последовательностей пол плодов на 8–19-й неделе беременности был идентифицирован в 94–100% [51]. Таким образом, этот подход остается пока экспериментальным и по информативности не превосходит существующие скрининговые тесты. Его использованию в клинической практике в качестве скрининга анеуплоидий препятствуют значительная трудоемкость и высокая стоимость сортировки фетальных клеток. В настоящее время в связи с развитием методов экстракорпорального оплодотворения (ЭКО) широкое распространение получает преимплантационная диагностика хромосомных заболеваний. Преимущество данного подхода состоит в том, что он исключает проведение терапевтических абортов, поскольку хромосомные и генные нарушения определяются на уровне ооцитов-эмбрионов и возможно перенести в полость матки неповрежденные эмбрионы. Полярное тельце ооцита или бластомер эмбриона (4–8-клеточная стадия) предварительно изолируется с помощью микроманипулятора, а затем ДНК плода исследуется с помощью FISH или ПЦР. Преимплантационная диагностика особенно показана женщинам старше 35 лет, треть ооцитов которых имеет хромосомную патологию [52]. Наиболее надежным является анализ полярных телец методом FISH, в котором используются ДНК-зонды для одновременного определения хромосом X, Y, 18, 13 и 21. Для 440 ооцитов без признаков моносомии и трисомии, отобранных с помощью FISH из 648 ооцитов, было достигнуто нормальное оплодотворение, дробление и перенос в 122 циклах ЭКО, причем беременность наступила в 18 случаях, из которых 6 завершилось нормальными родами [52]. Частота ложноотрицательных результатов вследствие недостаточной эффективности FISH paвнялacь 18,1%. Значительную часть пациентов среди тех, которые нуждаются во вспомогательных репродуктивных технологиях, составляют индивидуумы со сбалансированными транслокациями. При проведении в этой группе риска FISH-анализа 625 бластомеров, изолированных на 3-й день развития, в 33 случаях были обнаружены различные ХА [53]. Мозаицизм эмбрионов и контаминация ДНК спермы могут вызывать ряд проблем при определении пола и выявлении анеуплоидий с помощью ПЦР-анализа. Так, эмбрионы, ДНК которых по данным ПЦР не содержала специфичных для хромосомы Y последовательностей нуклеотидов, по данным FISH-анализа имели следующие кариотипы: 45,Х, 46,XX / 46,XY или 46,XY / 47,XYY [54]. Показано, что в нормально развивающихся эмбрионах мозаицизм и полиплоидии наблюдаются соответственно в 3 и 3,6%, тогда как у отстающих и блокированных эмбрионов эти ХА встречаются во много раз чаще [54]. Совершенно ясно, что у некоторых пациентов цитогенетический анализ одного бластомера не дает полную характеристику всего эмбриона, поэтому во всех случаях наступления беременности после проведения преимплантационной диагностики следует выполнять инвазивную ПД с амниоцентезом или хорионбиопсией. Таким образом, отмечается дальнейшее интенсивное развитие базовых методов дородовой диагностики ХА: биохимического и ультразвукового скрининга, инвазивных методик для получения плодового материала, цитогенетического исследования метафазных препаратов хромосом. Активное применение методов ДНК-анализа, ПЦР и FISH обеспечивает прогресс традиционных направлений ПД и способствует практическому внедрению принципиально новых подходов – определения кариотипа по клеткам плода, циркулирующим в кровотоке матери, преимплантационной диагностики и других. В.С. Горин, В.Н. Серов, С.Г. Жабин, А.Г. Маркдорф, А.П. Шин, Р.В. Горин Институт усовершенствования врачей, Зональный перинатальный центр, Новокузнецк; Научный центр акушерства, гинекологии и перинатологии, Москва Литература 1. Залетаев Д.В. Хромосомная патология у детей с олигофренией и множественными признаками дизморфогенеза. Автореф. дисс. ... канд. биол. наук. М 1985; 24. 2. Кулешов Н.П. Частота возникновения и судьба хромосомных аномалий в популяции человека. Автореф. дис. ... д-ра. мед. наук. М 1979; 45. 3. Гинзбург Б.Г. О частоте синдрома Дауна. Росс вестник перин пед 1998; 6: 13–14. 4. Hiкiтчина Т.В., Бариляк I.P., Гордiенко И.Ю. Пренатальна цитогенетична дiагностика хромосомноi патологиi плоду у жiнок групи високого ризику. Цитология и генетика 1996; 30: 5: 22–26. 5. Кузнецова Т.В., Баранов А.Н., Киселева Н.В. и др. Пренатальная диагностика хромосомных болезней: десятилетний опыт. Вестник Российской Ассоциации акушеров-гинекологов 1997; 3: 95–99. 6. Снайдерс Р.Дж.М., Николаидес К.Х. Ультразвуковые маркеры хромосомных дефектов плода. Пер с англ. Медведева М.В., Михайлова А.В. М: Видар 1997; 192. 7. Salonen R., Turpeinen U., Kurki L. et al. Maternal serum screening for Down's syndrome on population basis. Acta Obstet Gynecol Scand 1997; 76: 817–821. 8. Yagel S., Anteby E.Y., Hochner-Celniker D. et al. The role of midtrimester targeted fetal organ screening combined with the “triple test” and maternal aye in the diagnosis of trisomy 21: a retrospective study. Am J Obstet Gynecol 1998; 178: 1: 1: 40–44. 9. Юдина Е.В. Роль эхографии в формировании показаний к перинатальному кариотипированию. Ультразвуковая диагностика 1998; 1: 42–50. 10. Brambati B. Generic disorders: methods of avoiding the birth of affected child. Hum Reprod Update 1993; 8: 11: 1983–2000. 11. Kuznetzova Т., Kiseleva N., Shiykova Sv. el al. Prenatal diagnosis of chromosomal disorders in northwest Russia-Balkan. J Med Gen 1998; 1: 1: 21–28. 12. Золотухина Т.В., Кухаренко В.И. Методы пренатальной цитогенетической диагностики. Итоги науки и техники. Генетика человека. М: ВИНИТИ 1990; 67–119. 13. McDuggie R.S.Jr., Haverkamp A.D., Stark C.F. et al. Prenatal screening using maternal serum ?-fetoprotein, human chorionic gonadotropin, and unconjugated estriol: two-year experience in a health maintenance organization. J Matem Fetal Med 1996; 5: 2: 70–73. 14. Ogueh О., Baffor M., Hibbert К., МсМillan L. Amniocentesis: the experience in a district hospital. Clin Exp Obstet Gynecol 1996; 23: 3: 133–135. 15. Wenstrom K.D., Owen J., Chu D.C., Boots L. ?-Fetoprotein, free ?-human chorionic gonadotropin, and dimenc inhibin A produce the best results in a three-analyte, multiple-marker screening test for fetal Down syndrome. Am J Obstet Gynecol 1997; 177: 5: 987–990. 16. Wald N.J., Kennard A., Hackshaw A., McGuire A. Antenatal screening dor Down's syndrome. J Med Screen 1997; 4: 4: 181–246. 17. Горин B.C.. Серов В.Н., Жабин С.Г., Дубленников О.Б., Маркдорф А.Г., Горин Р.В.. Использование ассоциированного с беременностью протеина-А для раннего биохимического скрининга синдрома Дауна и других нарушений развития плода (обзор литературы). Пробл репрод 1999; 5: 3: 22–29. 18. Casals E., Fortune A., Grudzinskas J.G. el al. First-trimester biochemical screening for Down syndrome with the use of PAPP-A, AFP, and beta-hCG. Prenat Diagn 1996; 16: 5: 405–410. 19. Spencer К., Noble P., Snijders R.J., Nicolaides K.H. First-trimester urine free ?-hCG, ?-core, and total oestriol in pregnancies affected by Down's syndrome: implications for first-trimester screening with nuchal translucency and serum free ?-hCG. Prenat Diagn 1997; 17: 6: 525–538. 20. Sohda S., Hamada H., Oki A. el al. Diagnosis of fetal anomalies by three-dimensional imaging using helical compuled tomography. Prenat Diagn 1997; 17: 7: 670–674. 21. Cha'ban F.K., Splunder P.V., Los F.J., Wladimiroff J.W. Fetal outcome in nuchal translucency with emphasis on normal fetal karyotype. Prenat Diagn 1996; 16: 537–541. 22. Orlandi F., Damiani G., Hallahan T.W. et al. First-trimester screening for fetal aneuploidy: biochemistry and nuchal translucency. Ultrasound Obstet Gynecol 1997; 10: 6: 381–386. 23. Christiansen M., Larsen S.O., Norgaard Pedersen B. Serum screening of pregnant women reveals Down syndrome. Lakartidningen 1997; 94; 51–52: 48902–48998. 24. Tabor A., Philip J., Bang J. et al. Randomised controlled trial of genetic amniocentesis in 4,606 low-risk women. Lancet 1986; i: 1287–1293. 25. Yagel S., Anteby E.Y., Hochner-Celiulder D. et al. The role of midtrimester targeted fetal organ screening combined with the “triple test” and maternal age in the diagnosis of trisomy 21: a retrospective study. Am J Obstet Gynecol 1998; 178: 1: 1: 40–44. 26. Stranc L.C., Evans J.A., Hamerton J.L. Prenatal diagnosis in Canada – 1990: a review. Prenatal Diagnosis 1994; 14: 1253–1265. 27. Ayt S., Morichon N., Goujard J„., Nisand J. Prenatal diagnosis in France. Eur J Hum Genet 1997; 5: suppl. 1: 26–31. 28. Линдина Л.И„., Королева Т.А., Герасименко О.Н. и др. Цитогенетические исследования в г. Новокузнецке. Медицинская генетика: проблемы диагностики, профилактики и диспансеризации больных с наследственной патологией. Томск 1998: 44–46. 29. D'Alton M.E„., Malone F.D., Chelmow D. et al. Defining the role of fluorescence in situ hybridization on uncultured amniocytes for prenatal diagnosis of aneuploidies. Am J Obstet Gynecol 1997; 176: 769–776. 30. Матвеева В.Г., Рубцов Н.Б., Протопопов А.И. Эффективность культивирования амниоцитов для пренатальной диагностики хромосомных болезней. Генетика человека 1994; 4: 539–541. 31. Линдина Л.И., Королева Т.А., Сорокина И.В. и др. Оптимизация пренатальной диагностики. Медико-генетическое консультирование в профилактике наследственных болезней. М 1997; 159–160. 32. Баранов B.C., Кузнецова Т.В., Иващенко Т.Э.,„ Кащенко Т.К. Пренатальная диагностика. Медицинская лабораторная диагностика (программы и алгоритмы). Справочник. Ст-Петербург: Интермедика 1997; 180–227. 33. Froster-Iskenius U.G., Baird P.A. Limb reduction defects in over one million consecutive livebirths. Teratology 1989; 39: 127–135. 34. Kalousek D.K., Vekemans M. Confined placental mosaicism. J Med Genet 1996; 33: 7: 529–533. 35. Van Opstal D., Van den Berg C„., Deelen W.H. et al. Prospective prenatal investigations on potential uniparental disomy in cases of confined placental trisomy. Prenat Diagn 1998; 18: 1: 35–44. 36. Баранов B.C., Вахарловский В.Г., Айламазян Э.К. Пренатальная диагностика и профилактика врожденных и наследственных заболеваний. Акуш гинек 1994; 6: 8–11. 37. Maxwell D.J.,„ Johnson P., Hurley P. Fetal blood sampling and pregnancy loss in relation to indication. Br J Obstet Gynaecol 1991; 98: 892–897. 38. Philip J„., Bryndorf T., Christensen В. Prenatal aneuploidy detection in interphase cells by fluorescence in situ hybridization (FISH). Prenat Diagn 1994; 14: 1203–1215. 39. Soloviev I.V., Yurov Y.B., Vorsanova S.G. et al. Prenatal diagnosis of trisomy 21 using interphase fluorescence in situ hybridization of post-replicated cells with site-specific cosmid and cosmid contig probes. Prenat Diagn 1995; 15: 3: 237–248. 40. Kulharya A.S., Carlin M.E., Stettler W.A. et al. Prenatal diagnosis of a de novo trisomy 6q22.2–6qter and monosomy 1pter–1p36.3. Case report with a 2-year follow-up and a brief review of other prenatal cases of partial trisomy 6q. Clin Genet 1997; 51: 115–117. 41. Ворсанова С.Г., Юров Ю.Б., Соловьев И.В. Современные достижения молекулярной цитогенетики в диагностике хромосомной патологии у детей. Росс вестник перин пед 1998; 1: 31–36. 42. Xu J.,„ Fong C.-T., Cedrone E. et al. Prenatal identification of de novo marker chromosomes using micro-FISH approach. Clin Genet 1998; 53: 490–496. 43. Findlay I., Tyth Т., Matthews P. et al. Rapid determination of trisomy 18 parental origin using fluorescent PCR and small tandem repeat markers: case reports. Clin Genet 1998; 53: 2: 92–95. 44. Pertl В., Koop S„., Kroisel P.M. et al. Quantitative fluorescence polymerase reaction for the rapid prenatal detection of common aneuploidies and fetal sex. Am J Obstet Gynecol 1997; 177: 4: 899–906. 45. Lo Y.M.D., Tern M.S.C., Lau Т.К. et al. Quantitative analysis of fetal DNA in maternal plasma and serum: implications for noninvasive prenatal diagnosis. Am J Hum Genet 1998; 62: 768–775. 46. Adinolfi M„., Davies A., Sharif S. et al. Detection of trisomy 18 and Y-derived sequences in fetal nucleated cells obtained by transcervical flushings. Lancet 1993; 342: 403–404. 47. Massari A., Nevrlli G„., Colosimo A. et al. Non-invasive early prenatal molecular diagnosis using retrieved transcervical trophoblast cells. Hum Genet 1996; 97: 2: 150–155. 48. Steele C.D., Wapner R.J., Smith J.B. et al. Prenatal diagnosis using fetal cells isolated from maternal peripheral blood: a review. Clin Obstet Gynecol 1996; 39: 4: 801–813. 49. Stimson J.L., Elias S. Isolating fetal cells in maternal circulation for prenatal diagnosis. Prenat Diagn 1994; 14: 1229–1242. 50. Bischof F.Z., Lewis D.E., Nguyen D.D. et al. Prenatal diagnosis with use of fetal cells isolated from maternal blood: five-color fluorescent in situ hybridization analysis on flow-sorted cells for chromosomes X, Y, 13, 18, and 21. J Reprod Med 1997; 42: 4: 193–199. 51. Bianchi D.W.,„ Zickwolf O.K., Yih M.C. et al. Erythroid-specific antibodies enhance detection of fetal nucleated erythrocytes in maternal blood. Prenat Diagn 1993; 13: 293–300. 52. Верлинский Ю. Преимплантационная диагностика. Пробл репрод 1996; 4: 68–69. 53. Munne' S., Fung J„., Cassel M.J. et al. Preimplantation genetic analysis of translocations: case-specific probes for interphase cell analysis. Hum Genet 1998; 102: 663–674. 54. Преимплантационная диагностика генетических и хромосомных нарушений. Доклад IV ежегодной Встречи международной группы по преимплантационной генетике. Пробл репрод 1995; 3: 65–67. |